jueves, 2 de marzo de 2017

Practica Escala McFarland


Escala McFarland

Fundamento
Los estándares de turbidez de McFarland se usan como referencia en suspensiones bacteriológicas para saber que el número de bacterias por mililitro, o más bien en UFC según una escala que va de 0.5 a 10. Estos estándares son creados al mezclar soluciones de cloruro de bario al 1% con ácido sulfúrico al 1% en volúmenes específicos, para asegurar la densidad correcta se puede controlar usando espectofotometros.

Los estándares pueden ser visualmente comparados con suspensiones de bacterias en salina estéril o en caldos. Si la suspensión es demasiado turbia, puede añadirse diluyente, y si no es lo suficiente turbia, se puede agregar más bacterias. La ventaja es que no es necesario incubar ni usar equipo especial para estimar el número de bacterias

Materiales
  • Tubos de ensayo
  • Vaso de precipitados
  • Espectrofotometro
  • Gradilla
  • Micropipeta
  • Pipeta
  • Vidrio de reloj
  • Cabina de seguridad
  • Agua destilada
  • Probeta de 500 y 100 ml
  • Balanza
  • H2SO(0.18M)
  • BaCl2 (0.048M) ml
Procedimiento

  1. Preparamos 500 ml de Acido sulfurico 98% a 0.18M
img_3217

d= 1000/540 = 1.85 
M= nº moles/ V(L) = 0.18
0.18= m x 98 / 0.5 ; m= 8.83g
1.85= 9.02/x ; x=4.87ml

2. Preparacion de 100ml de cloruro de bario 0,048M
img_3219
PM BaCl2 = 208,8
PM BaCl2  x 2H2O208,8

0.048 = m x 205,3 /0.1; m = 0`999g
208´3---------0`999g
244`2--------- x                  x=1,47g

PROCEDIMIENTO
  1. Empezamos preparando las diluciones madre
  2. Primero se pipeteara el BaCl2, despues el acido sulfurico y despues se agitara
  3. Preparamos en la cabina de bioseguridad, despues colocamos 10ml de cada matraz en los tubos de ensayo los cuales los utilizaremos para hacer estos recuentos de forma indirecta
  • Nº10: 10 ml BaCl+ 90 ml H2SO4
  • Nº9: 9 ml BaCl+ 91 ml H2SO4
  • Nº8: 8 ml BaCl+ 92 ml H2SO4
  • Nº7: 7 ml BaCl+ 93 ml H2SO4
  • Nº6: 6 ml BaCl+ 94 ml H2SO4
  • Nº5: 5 ml BaCl+ 95 ml H2SO4
  • Nº4: 4 ml BaCl+ 96 ml H2SO4
  • Nº3: 3 ml BaCl+ 97 ml H2SO4
  • Nº2: 2 ml BaCl+ 98 ml H2SO4
  • Nº1: 1 ml BaCl+ 99 ml H2SO4
  • Nº0.5: 0.5 ml BaCl+ 99`5 ml H2SO4


Colocamos la escala de MacFarland en tubos para poder medir Visualmente
archivo_002



Estandar
H2SO4 (0.18M) ml
BaCl2 (0.048M) ml
Nº Bacterias/ml
0.5
99.5
0.5
1.5x108
1
99
1
3 x108
2
98
2
6 x108
3
97
3
9 x108
4
96
4
1.2 x109
5
95
5
1.5 x109
6
94
6
1.8 x109
7
93
7
2.1 x109
8
92
8
2.4 x109
9
91
9
2.7 x109
10
90
10
3.1 x109

sábado, 25 de febrero de 2017

Practica 6 Tincion Ziehl-Neelsen

Algunas bacterias denominadas ácido alcohol resistentes presentan una pared celular muy rica en ácidos grasos de cadena larga, denominados ácidos micólicos, que la hacen resistente a la decoloración con alcohol ácido, una vez que hayan sido teñidos con colorantes básicos.

Objetivo:
Detectar las bacterias ácido alcohol resistentes mediante la tinción de Ziehl Nielsen

MATERIALES:


  • Equipo de tinción
  • Mechero Bunsen
  • Microscopio
  • Portaobjetos
  • Asa de siembra de platino
  • Torunda
  • Algodon y espadadrapo


REACTIVOS


  • Fucsina fenicada 
  • Alcohol- ácido
  • Azul de metileno
  • Agua destilada
PROCEDIMIENTO:




  1. Extensión, desecación y fijación
  2. Echar fucsina fenicada durante 1 minuto en frio y 5 minutos a emisión de vapores.
  3. Decoloración con alcohol-ácido unos 30 segundos, hasta que se elimine el rojo.
  4. Lavar con agua destilada.
  5. Azul de metileno durante 1-2 minutos.
  6. Lavar, secar y observar.





RESULTADOS:
Morfología de Micobacterium


jueves, 15 de diciembre de 2016

Practica Descripcoion macroscopica de Colonias

Descripccion macroscopica de Colonias


El desarrollo de colonias sobre las superficies de un agar permite al microbiología identificar las bacterias porque las especies forman a menudo colonias con una forma y aspecto característicos.

La identificación presuntiva o preliminar de una bacteria se basa en la morfología colonial, para ello se forma en cuenta las siguientes características:


Resultado de imagen de descripcion macroscopica colonias.

Tamaño: 

  • Mediano 1-2 mm diametro
  • Grande 4-6 mm
  • Extendidas cesped, Muy grande
  • Puntiformes 0.5mm diametro
Transparencia, coloracion o presencia o no de halos de transparencia


Ejemplos de tipos:
Fuente: http://microbitosblog.com/2010/06/14/morfologia-colonial-bacteriana/

Resultado de imagen de placas sembradas tipos

Practica 9: Tinción de Esporas

Tinción de Esporas

Fundamento: 
Las esporas son estructuras bacterianas que se forman en condiciones adversas por parte de ciertas bacterias. Tales esporas son capaces de resistir situaciones muy desfavorables, de ahí su dominación de residencia.
En general, las esporas se tiñen muy dificilmente, requiriendo colorantes  con el metodo de Wirtz y Moeller.

Material

  • Portaobjetos
  • Asa de siembra
  • Mechero bunsen o alcohol
  • Pipeta Pasteur 
  • Cristalizador
  • Barras paralelas para tinciones
  • Frasco lavador
  • Muestra de esporas (Bacillus subtilis en placa, Bacillus en tubo)
Reactivos
  • Verde malaquita
  • Safranina
Procedimiento:
  1. Realizar el frotis a un portaobjetos y fijar con calor
  2. Cubrir el portaobjetos con solucion de verde malaquita y calentar hasta la emision de vapores. 5 min
  3. Transcurrido este tiempo, lavar con abundante agua destilada tirando el colorante
  4. Cubrir la preparación con safranina como contraste. 1 min
  5. Lavar con abundante agua secar, rotular y observar en 40x
Resultado:
  • Se observa las esporas de color verde debido a la tincion de verde malaquita entre bacterias de color rojo por la safranina
  •  

Practica 7: Siembra de medio de cultivo en placa petri y en tubo.

Resiembra: Tecnica 4 cuadrantes, tecnica por agotamiento y Siembra en tubo
Tecnica de 4 Cuadrantes.

MATERIAL:
  • Asa de siembra
  • Placa Petri
  • Mechero bunsen
  • Tubo de ensayo
Muestras que han sido utilizadas

La muestra se toman de medios creados en un medio de caldo de cultivo liquido, con el que la muestra se ha tomado con un hisopo.
-Billete
-Boca
-Piel 
-Movil
-Bater

PROCEDIMIENTO:


  1. Colocamos el material en un orden logico
  2. Rotulamos una placa petri en 4 partes, escribiendo el numero en la parte superior. 1-2-3-4
  3. Flameamos el asa de siembra y recogemos el inoculo con cuidado de no llevarnos el agar
  4. Sin hablar abrimos la placa y comenzamos a sembrar

Tecnica de los 3 giros
  1. Colocamos el material en un orden logico
  2. Realizamos unos pequeños frotes por las esquinas de la placa petri, 1/4
  3. Giramos la placa y sin flamear tocamos dos veces con la siembra anterior
  4. Seguimos y en el ultimo frote nos vamos metiendo hacia el centro de la placa
Resultado de imagen de tecnica de los 3 giros microbiologia

Siembra en Tubo con agar inclinado

  1. Flameamos en el mechero
  2. Recogemos muestra
  3. Incubamos en estria desde abajo haciendo zig zag.







miércoles, 14 de diciembre de 2016

Practica 5 Tincion Diferencial de Gram

PRACTICA DE TINCION DIFERENCIAL GRAM



&Objetivos de la practica
  • Visualizar diferentes tipos bacterianos en funcion de su distinta composicion de su pared bacteriana
  • Visualizar su morfologia y disposicion
Fundamento

Es el metodo mas empleado en bacteriologia gracias al cual las bacterias se pueden clasificar en dos grandes grupos. Este distinto comportamiento en la tincion de Gram es debido a la distinta composicion de la pared de las células bacterianas. De acuerdo con esto, la tincion de gram se va a basar en el empleo de un primer colorante básico, generalmente cristal violeta o violeta de genciana, que teñira de color azul todas las bacterias. Posteriormente, un mordiente, el lugol, aumentara la afinidad del primer colorante a las células, es decir, lo fijara.
Finalmente, un agente decolorante decolorará solamente un tipo de bacterias que seran teñidas con el colorante de contraste. Este distinto comportamiento frente a la decoloración es segundo colorante. Este distinto comportamiento frente a la decoloración es dependiente de la composición de la pared bacteriana, hecho que servira para clasificarlas como Gram + (aquellas que no han sido decoloradas y que por lo tanto quedaran teñidas con el cristal violeta) o como Gram- que seran aquellas bacterias que han sido decoloradas y son teñidas con el colorante de contraste, la safranina.

Materiales
  • Portaobjetos
  • Asa de siembra
  • Mechero bunsen
  • Pipeta Pasteur
  • Cristalizador
  • Barras paralelas
  • Frasco lavador
  • Muestra problemas (Saliva y Actimel)
  • Aceite de inmersion
  • Colorantes (Cristal violeta, lugol, Alcohol 96% y safranina)
Procedimiento
  1. Comenzamos con la fijacion de las muestras en el porta. Con el mechero bunsen en funcionamiento colocamos una gota de suero en el porta y colocamos la muestra sobre la gota de suero realizando el frotis. Con ayuda del mechero damos pasadas para la fijacion de la muestra en el porta.

      2. A continuacion colocamos los portaobjetos con la muestra ya fijada sobre las barras paralelas que se encontraran encima del cristalizador para recoger los liquidos que caigan. 

3. Comenzamos a aplicar sobre el portaobjetos los colorantes.

-El primer colorante sera cristal violeta, durante 1 min
Lavamos con abundante agua destilada sin dar directamente sobre la muestra.
-Aplicamos el mordiente, el lugol, que actuara fijando el colorante anterior a las bacterias, durante 1 minuto. Se vuelve a lavar el exceso mediante agua destilada. 
-Decoloramos con alcohol durante unos 30 segundos y volvemos a lavar.
-Cubrimos el portaobjetos con el segundo colorante de contraste, Safranina, durante 2 minutos y lavamos 

Secamos las muestras y comenzamos la visualización.

 

Visualización:

Saliva
Saliva

Actimel


Interpretacion de Resultados: Se aprecian coloraciones rosaceas en las celulas, indicatibo de que estas bacterias corresponden a Gram -

martes, 15 de noviembre de 2016

Funcionamiento de autoclave

AUTOCLAVE

El autoclave es un equipo de laboratorio que se utiliza para esterilizar. Por esterilizar se entiende la destrucción o eliminación de toda forma de vida microbiana (incluyendo esporas) presente en objetos inanimados mediante procedimientos físicos, químicos o gaseosos.
Resultado de imagen de autoclave partes
Resultado de imagen de AUTOCLAVE


El autoclave es un equipo diseñado con el fin de eliminar de forma confiable, los microorganismos que de otra manera estarían presentes en objetos que se utilizan en actividades de diagnóstico, tratamiento o investigación en instituciones de salud (hospitales, laboratorios); también es un equipo de amplio uso en las industrias procesadoras de alimentos y en la industria farmacéutica.

Úsos


  1. Preparar el equipo a ser usado en cultivos bacteriológicos (tubo de ensayo, pipeta, platos Petri, etc..), a fin de evitar que se encuentren contaminados.
  2. Preparar elementos utilizados en la toma de muestras (todos deben estar en condiciones estéril: agujas, tubos, recipientes).
  3. Esterilizar material contaminado.
Los autoclaves o esterilizadores se encuentran disponibles en muchos tamaños, los mas pequeños son los de sobremesa y los mas grandes son equipos complejos que requieren gran cantidad de preinstalaciones para su operación.

Funcionamiento
Las autoclaves funcionan permitiendo la entrada o generación de vapor de agua pero restringiendo su salida, hasta obtener una presión interna de 103 kPa por encima de la presión atmosférica, lo cual provoca que el vapor alcance una temperatura de 120 grados Celsius. Un tiempo típico de esterilización a esta temperatura y presión es de 15-20 minutos. Las autoclaves más modernas permiten realizar procesos a mayores temperaturas y presiones.


  1. Llenar el autoclave con agua destilada
  2. Introducir el material a esterilizar
  3. Revisar las Valvulas -(Agua cerrada / Aire abierto)
  4. Cuando alcance los 80ºC